Anti-CD20rh MAb Quality Evaluation and Monoclonal Cell Line Screening

Hai-jiao JI,Wen-lei LI,Rui-jing Huang,Jian LI,Han-mei XU

China Biotechnology ›› 2018, Vol. 38 ›› Issue (8) : 34-40.

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China Biotechnology ›› 2018, Vol. 38 ›› Issue (8) : 34-40. DOI: 10.13523/j.cb.20180805

Anti-CD20rh MAb Quality Evaluation and Monoclonal Cell Line Screening

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Abstract

Objective: To screen high expression monoclonal cell lines and optimize the production and quality of Anti-CD20rh MAb. Method: Screen high expression monoclonal cell lines by finite dilution method, and evaluated the yield of monoclonal cell lines by double-sandwich ELISA. In order to screen the best cell culture program, two to three cells were picked based on the cells’ growth state, yield, viability, and so on. The result were evaluated by the sugar type, the isoelectric point, the purity and the distribution of the acid and alkali base peak. Results: The production of CHOS cells tripled after a series of optimization, increased from nearly 500mg/L to 2 290mg/L. After the optimization of culture program, the purity of the target protein reached up to 97.48%, and the distribution of the acid and alkali base peak looks more close to the ideal state. Conclusion: The production and quality of the target antibody were optimized by cloning and culture optimization, these results are of great significance to the later experimental research and industrial production.

Key words

Monoclonal / Medium optimization / Quality evaluation

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Hai-jiao JI, Wen-lei LI, Rui-jing Huang, et al. Anti-CD20rh MAb Quality Evaluation and Monoclonal Cell Line Screening[J]. China Biotechnology, 2018, 38(8): 34-40 https://doi.org/10.13523/j.cb.20180805
非霍奇金淋巴瘤(non-hodgkin’s lymphoma, NHL)是一种血液和淋巴系统恶性肿瘤,且绝大多数成人淋巴瘤为B淋巴细胞性来源,CD20抗原是一种B淋巴细胞表面分化抗原,在95%B细胞肿瘤中均有表达,而在正常组织中不表达,因此抗CD20抗体在治疗恶性淋巴系统疾病方面具有很好的专一性[1]。Rituximab作为抗CD20抗体药物显著延长了NHL患者生存时间,但是临床研究发现仍然有部分患者对Rituximab的作用不反应或者产生耐药性,因此对抗CD20抗体类药物进行改进,提高抗CD20抗体类药物特异性,降低其免疫原性是今后抗CD20抗体药物研究的主要方向[2]。目前临床已经上市的抗CD20抗体类药物已发展到第三代,分别为第一代人鼠嵌合抗体药物Rituximab、鼠源抗体药物Tositumomab,第二代全人源抗体药物Ofatumumab以及第三代糖基化修饰抗CD20抗体药物Obinutuzumab[3]。本次研究是建立在对抗CD20抗体突变体Thio-2F2体外亲和活性、补体依赖的细胞毒作用(complement depenndent cytotoxicity, CDC)、抗体依赖的细胞介导的细胞毒作用(antibody dependent cell mediated cytotoxicity,ADCC)以及体内抗肿瘤活性等实验的基础上,对生产工艺进行了系列优化,包括高产稳定细胞株筛选、培养基及流加物优化以及抗体蛋白质量分析,以下是本次研究的全部内容。

1 材料与方法

1.1 细 胞

稳定表达抗CD20抗体突变体Thio-2F2的细胞系由本实验室构建,将构建好的质粒通过电转染的方式,以300V、一次脉冲将质粒转染入CHOS细胞株,本次实验获得转染后细胞株目的蛋白产量为451mg/L。

1.2 主要仪器

生物安全柜(Thermo,MSC-advantage 1.8)、摇床(Kuhner,ISF4-XL)、二氧化碳恒温箱(SHEL LAB,2440-2型)、比浊仪(IMMAGE 800)、自动细胞计数仪(Inno-Alliance Biotech,Count star IC100)、生化分析仪(NOVA Plus100)、电泳仪(Bio-Rad,DYY-6B)、电泳槽(Bio-Rad,mini-sub cell GT)、凝胶成像系统(上海天能,Tanon 1600)、酶标仪(Molecular Devices,SpectraMax M5)、定量PCR仪(BIO-RAD-T100)、Mabselect SuRe蛋白纯化系统(AKTA-100)、高效液相色谱系统(Brand Aglient- Modle 200)、毛细管电泳仪(CE-MDQ)

1.3 方 法

1.3.1 高产细胞株筛选 取本实验室筛选的稳定转染pCHO 1.0质粒的细胞进行单克隆筛选,双抗夹心ELISA(double antibody sandwich-elisa,DAS-ELISA)方法测定静置培养14d后单克隆细胞株产量。利用κ链的羊抗人二抗作为包被抗体,HRP标记的羊抗人IgG Fc片段作为检测抗体,测定表达的抗CD20抗体浓度。挑选单克隆上清液蛋白累积量大于30mg/L细胞株通过24孔板、6孔板逐级放大至24孔深孔板,摇床36.5℃、8% CO2、80%RH培养7d,取样跟踪细胞状态,将生长状态较好细胞株放大至50ml摇管中培养。摇管培养3~5d后取样计数,当细胞活率大于90%,按照5×105cells/ml进行Fed-batch产量评估。
1.3.2 培养基及流加物优化 本次研究利用Minitab软件的DOE(design of experiment,实验设计)功能,对不同细胞株以及细胞培养基及流加物,各设置11个实验组(编号为A1~A11;B1~B11),每组细胞株均设立三组平行试验。当细胞活率低于70%时,终止培养,采用免疫速率散射比浊法测定细胞表达的IgG蛋白的含量。
1.3.3 抗体蛋白纯化 应用Mabselect SuRe对蛋白发酵液进行纯化处理(色谱柱:Hiscreen,柱高:10cm,填柱体积4.7ml,流速:1.43ml/min;平衡缓冲液:20mmol/L PBS,0.15mol/L NaCl,pH 7.0;洗脱液:50mmol/L柠檬酸-柠檬酸钠,0.15mol/L NaCl,pH 6.0)选择性将杂质物质与抗体蛋白分开。捕获后通过洗脱液将抗体蛋白从ProteinA上洗脱下来,获得目的蛋白,根据紫外分光光度法对纯化中间体纯度进行初步分析。
1.3.4 抗体蛋白纯度分析 1) SDS-PAGE采用聚丙烯酰氨凝胶电泳技术,通过变性还原电泳以及非还原电泳分别对各组抗体蛋白纯度及分子量进行分析研究。再根据与标准品在相同条件下分离度的不同,应用统计分析软件进行线性分析,从而确定本次实验组抗体蛋白重链、轻链分子量、纯度以及抗体蛋白分子量大小。2) HPLC-SEC采用高效液相色谱系统进行分离纯化,流动相为0.03mol/L Na2HPO4+0.02mol/L NaH2PO4+0.15mol/L NaCl+10% Acetonitrile,pH=7.0,流速为0.8ml/min,常温,样品稀释为1mg/ml,根据分子大小的不同从而实现样品的有效分离纯化,应用面积归一化法计算样品的纯度。
1.3.5 毛细管等电聚焦电泳(CIEF) 本次试验CIEF-WCID为CE MDQ型,将待测样本配制成5~10mg/ml水溶液,取10μl样品与240μl master mix混合(含12μl两性电解质3~10,200μl 3mol/L urea-CIEF Gel,2μl阳极稳定液,2μl阴极稳定液,2μl pI markerA,2μl pI markerB,2μl pI markerC),10 000r/min离心3min后取上清手动进样方式进样。根据样本特性设置适当的聚焦参数,用CEInsight软件采集CMOS全柱成像图并自动转换为色谱图,检测波长为280nm。以已知等电点的蛋白marker作为标准,绘制其pI对MT的标准工作曲线,计算待测样品等电点,并根据面积归一化法计算电泳谱图中样品的主峰、酸碱峰比例。
1.3.6 HPLC-FLR糖型分析 通过高柱效的正相层析柱(色谱柱型号:XBridge Glycan BEH Amide Column,130A,3.5μm,4.6mm×250mm;柱温:60℃;FLR荧光检测器:激发光波长265nm,发射光波长:425nm)对经糖苷酶酶切的游离寡糖进行分离分析,通过与标准品各个糖基峰型,保留时间比对,从而确定主要糖型、结构、分子量。

2 结 果

2.1 单克隆筛选结果

采用有限稀释法,筛选出单克隆细胞株439株,其中产量高于30mg/L单克隆细胞株135株,最终选择19株单克隆进行了Fed-Batch培养。实验结果显示细胞株表达量最高为1 530mg/L,与原始细胞相比提高了两倍,并且细胞密度与活率也有很大程度的改善,细胞密度最高达到了1.8×107 cells/ml。且培养15天细胞活率基本维持在95%以上,单克隆细胞株活率、生长速率及产量对比结果见图1
Fig.1 Growth status and antibody expression of monoclonal cell lines

(a) Growth status of monoclonal cell lines (b) Antibody expression of monoclonal cell lines; A-S are the 19 monoclonal cell lines that has been screened

图1 单克隆细胞株生长状况及抗体表达量统计结果

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2.2 培养基优化结果

根据单克隆筛选结果,对A、B两株细胞株进行培养工艺优化,图2为不同培养方案下细胞株产量、生长状况对比结果。测定结果显示A1、A4、B1、B4培养方案最终蛋白表达量分别为1 860mg/L、1 760mg/L、2 290mg/L、1 950mg/L,显著高于其他各组蛋白表达量,且较优化前蛋白表达量1 440mg/L、1 530mg/L有所提高。
Fig.2 Growth status and antibody expression of monoclonal cell lines after optimization

(a) Growth status of monoclonal cell lines after optimization (b) Antibody expression of monoclonal cell lines after optimization; A、B are different cells; 1~11 are different cell culture and flow plus scheme

图2 培养基优化后细胞株生长状态及蛋白表达量

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2.3 抗体蛋白质量分析结果

2.3.1 抗体蛋白纯化结果 应用ProteinA技术对A1、A4、B1、B4培养方案发酵液进行了蛋白捕获,应用紫外分光光度计对蛋白浓度进行了初步分析,实验结果显示B1方案获得蛋白浓度及蛋白捕获量最高,具体结果见表1
Table 1 The concentration of ProteinA purified intermediate

表1 ProteinA捕获中间体抗体蛋白浓度分析

样品编号 发酵液体积(ml) UV(OD) 浓度(mg/ml) 捕获体积(ml) 抗体蛋白产量(mg)
A1 35 0.6707 5.047 6.45 32.55
A4 30 0.8178 6.224 5.7 35.48
B1 35 1.2092 9.674 6.25 60.46
B4 30 0.9489 7.273 5.00 36.37
Note: A、B are different cells; 1、4 are different cell cultures and flow plus schemes
2.3.2抗体蛋白纯度对比:聚丙烯酰胺凝胶电泳实验结果 应用Quantity One软件,对四组抗体蛋白分子量、纯度按峰面积归一化法进行积分分析,电泳结果见图3。实验结果显示四组抗体蛋白分子质量介于130~150kDa之间,轻链分子量介于23~25kDa之间,重链分子量介于50~55kDa之间,与理论分子量相符,且四组抗体蛋白分子量均高于90%。
Fig.3 SDS-PAGE electrophoresis map

(a) SDS-PAGE reduction electrophoresis map (b) SDS-PAGE non-reduction electrophoresis map; A、B are different cells; 1、4 are different cell culture and flow plus schemes

图3 SDS-PAGE电泳图谱

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2.3.3 HPLC-SEC测定结果 A1、A4、B1、B4四组样品主峰保留时间分别为16.131min、16.128min、16.129min、16.130min,纯度分别为95.63%、98.23%、97.47%、92.86%均大于90%,且A1、B4多聚峰面积总和分别为3.84%、6.28%,A4、B1多聚面积分别为1.64%、2.25%,据此也可以得出结论,A4、B1纯度高于其他两组,该分析结果与电泳分析结果一致,SEC分析图谱见图4
Fig.4 The SEC-HPLC chromatograms

(a) SEC-HPLC chromatograms of Sample A1 (b) SEC-HPLC chromatograms of Sample A4 (c) SEC-HPLC chromatograms of Sample B1 (d) SEC-HPLC chromatograms of Sample B4; A、B are different cells; 1、4 are different cell culture and flow plus schemes

图4 样品SEC-HPLC分析图谱

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2.4 毛细管电泳结果

毛细管等电电泳实验结果见表2,因碱峰由C端Lys引起,对药效和安全性无影响,因此可以归为主峰,CIEF研究结果显示四组抗体等电点基本接近8.3,与理论值接近,而且四组细胞等电点不具有统计学差异(P<0.05)。酸碱峰分析结果显示,细胞株A4酸式峰占峰面积的68.57%,B4酸式峰占峰面积的55.14%,显著高于其他2组样品,这两株细胞培养基及流加物完全相同,而不同的培养条件对抗体蛋白峰型分布具有显著的影响,而酸式峰的存在有可能导致抗体蛋白药理活性的降低,因此1号培养基及流加物更加适目标抗体的表达。
Table2 Results of CIEF

表2 毛细管电泳分析结果

样品 酸峰
(%)
主峰
(%)
碱峰
(%)
主峰+碱
峰(%)
等电点
A1 44.83 21.01 34.16 55.17 8.274
A4 68.57 18.79 12.63 31.42 8.332
B1 48.04 20.48 31.48 51.96 8.354
B4 55.14 28.65 16.22 44.87 8.377
Note: A、B are different cells; 1、4 are different cell cultures and flow plus schemes

2.5 HPLC-FLR糖型分析结果

HPLC-FLR糖型分析结果见图5,参考对照品糖型对四组发酵液糖型进行分析,分析结果显示四组发酵液G0、G0F糖型含量A4显著低于其他三组,而其余各组含量无统计学差异(P<0.05),且均高于50%。本研究四组抗体蛋白G1、G1F、G2F均为含有半乳糖修饰糖型,且B1蛋白发酵液半乳糖含量最高。并且糖型分析结果显示只有B1抗体蛋白含有1.166%唾液酸修饰,而且四组抗体蛋白中核心岩藻糖修饰的抗体含量均在85%以上,而无核心岩藻糖修饰糖型可接受范围为2%~13%[9],本次研究抗体蛋白糖型分布正好在这一范围之内,具体糖型分析结果见表3
Fig.5 Chromatogram of glycosylation analysis of HPLC-FLR

图5 HPLC-FLR糖型分析结果色谱图

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Table 3 Results of glycosylation analysis of HPLC-FLR

表3 HPLC-FLR糖型分析结果(%)

峰4 峰5 峰7 峰8 峰9,
10
峰17
样品 Man5 G0 G0F G1 G1F G2F
A1 1.37 1.84 61.24 2.48 25.42 3.32
A4 2.71 1.89 51.93 4.7 28.28 6.97
B1 0.73 1.47 57.39 2.3 30.04 4.82
B4 1.79 2.52 56.79 3.56 26.46 6.42
Mean 1.65 1.93 56.84 3.26 27.55 5.38
Std.Dev 0.83 0.44 3.82 1.11 2.04 1.65
CV(%) 50.32 22.57 6.72 34.04 7.40 30.65
Note: A、B are different cells; 1、4 are different cell cultures and flow plus schemes

3 讨 论

CHO细胞表达系统具有基因易操作性,并且完全可以通过抑制DHFR或者GS活性筛选得到目的基因稳定的单克隆细胞株,并进行基因拷贝数扩增[4],而且CHO细胞系在悬浮培养过程中活率及细胞密度均较高,有利于抗体蛋白表达[5],因此本实验选用CHOS细胞进行蛋白表达。在本研究筛选过程96孔板单克隆ELISA酶标检测结果产量高的细胞株最终表达量并不是最高的,例如本次研究中2~71号单克隆细胞株,前期ELISA测定产量为49mg/L,但最终抗体表达量仅为564mg/L,而细胞株2~95前期ELISA测定抗体表达量为32.93mg/L,但最终抗体表达量为1 530mg/L,这一结果可能与不同细胞株最适培养基成分、培养温度、CO2、湿度、摇床振幅、转速不同有关。针对这一问题,可以扩大单克隆筛选数量,尤其是初始筛选过程中产量居于中等偏上水平单克隆细胞株数量。
Thio-2F2是一种全人源抗体蛋白,抗体药物的人源化降低了抗体药物的免疫原性,提高了抗体药物的特异性,从而提高了抗体药物治疗靶向性,降低了其毒副作用。通常在筛选到高水平表达的细胞克隆之后,要采取各种方式来优化细胞培养工艺,以获得更高的蛋白产量。常用的提高蛋白表达水平的技术手段有优化培养基成分、降低细胞培养温度、加入丁酸钠、DMSO等,但是针对每一个细胞培养个例,不同的方法起到的作用是不一样的,需要综合考虑[6]。本次实验经培养方案初步优化后抗体产量提高到了2 290mg/L,初步推断B1方案为本次实验最优方案。但是由于抗体本身具有结构复杂性、作用机制多样性以及生产工艺的复杂性,因此需采用多种质量控制方法对蛋白进行评价。
大量研究资料显示,IgG糖基化修饰对抗体蛋白CDC、ADCC活性、半衰期以及抗炎等药理、毒理活性具有显著的影响[7]。例如半乳糖的存在可提高抗体与C1q的结合能力,进而使IgG的CDC效应增强,但对IgG ADCC活性几乎无影响。唾液酸含量的增高会导致抗体ADCC活性的下降,但是少量的唾液酸有助于增加抗体蛋白的抗炎作用,有研究显示完全去除唾液酸的抗体蛋白,抗炎作用也会消失[8]。无核心岩藻糖修饰抗体与FcrRⅢa的亲和力显著增加,因而导致抗体ADCC活性增加,而无核心岩藻糖修饰糖型可接受范围为2%~13%[9]
本实验从蛋白表达量考虑B1方案显然为最优方案,而根据蛋白纯度、酸碱峰分析结果A1、B1方案抗体蛋白纯度显著优于其他两组方案。根据抗体蛋白糖型分析结果B1方案表达抗体蛋白不仅能够保证较高的CDC、ADCC活性,而且含有少量的唾液酸修饰糖型,能够保证抗体蛋白具有一定的抗炎活性,因此B1方案更适合Thio-2F2抗体表达。综上所述,通过单克隆筛选获得高产单克隆细胞株,并对培养方案进行优化,对目标蛋白纯度、糖型、酸碱峰、等电点等理化特性进行一系列改善,获得产量高、生长状态好的细胞株及较优的培养方案。本实验也在一定程度上提高了生物制品产量、简化了工艺,为今后相关研究及生产奠定了很好的基础。

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Abstract
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Abstract Here we review the current state of the art in analytical and structural methods used to characterize therapeutic monoclonal antibodies (mAbs) and derivatives. First a general introductive background on immunoglobulins G (IgGs) structures and micro-heterogeneities is presented. Then the review focuses on analytical papers published mainly the last two years. As a result, a compendium of dozens of micro-variants that have been identified for mAbs both from a separation sciences and a mass spectrometry perspective, is proposed. These small structural differences with the main IgG isoform that are detailed, include glycoforms, charge, cysteine-related, oxidized, size and low level point mutation variants. In addition, the functional impact of these micro-variants is discussed, helping their classification as low, medium or high critical quality attributes (CQA) and contributing to the development of Quality by Design (QbD) paradigm.1 Then, analytical methods for higher order structures, mAb/antigens complexes and aggregates are discussed. Finally quantitative aspects are presented including mAbs quantification in biofluids and residual Host Cell Proteins (HCPs).
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Footnotes

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